⼩⿏的基本实验⽅法⼀、实验⽬的1．学会实验⼩⿏的抓取、固定和性别、年龄鉴定。2．掌握⼩⿏的灌胃，⽪下、肌⾁、腹腔和尾静脉注射⽅法。3．掌握⼩⿏的常规采⾎⽅法和处死法。⼆、实验器材和动物弯剪⼀把，眼科弯⽆钩摄⼀把，单⾯⼑⽚⼀⽚，1ml注射器两个，5号针头两个，灌胃针头⼀个，⼤号平镊⼀把，棉签4～6根，腊块⼀个。试管架⼀个，试管四⽀，细塑料导管⼀根，⼩培养⽫⼀个，⼲棉球若⼲，⼤头针若⼲。75％酒精棉球，8％碘酒棉球。⼩⿏两只(雌雄各⼀只)。三、实验⽅法1．性别鉴定⼩⿏的性别主要靠观察动物肛门与⽣殖器之间的距离来区分，距离较远的为雄性，距离较近的为雌性(图2-1)。图2-1⼩⿏性别鉴定：左侧为雄⿏，右侧为雌⿏2．年龄鉴定⼩⿏主要由专门实验动物饲养场供应，在那⾥每⼀种动物都有⽣长的背景记录。⼀般在领动物时可直接向饲养员询问，也可根据体重年龄相关曲线(图2-2)间接查得。图2-2⼤、⼩⿏年龄与体重间的关系3．灌胃操作者左⼿抓取并固定住⼩⿏。使其头颈拉直，右⼿持接有灌胃针头的注射器，针头沿⿏右侧嘴⾓，顺着⾆下插⼊⼝咽，针头稍上撬便于通过⾷道进⼊胃⾥，这时⽅可给药。药量为0.3ml，进针过程中，若动物有呕吐动作或强烈挣扎，则表明针头插⼊⽓管，这时，应及时退针，不可推药，待动物恢复安静后，再重复操作。4．⽪下注射根据实验的需要，可以选择任⼀部位做⽪下注射，但⼀般都取背部、后肢和腹部等部位。注射时，操作者左⼿抓取和固定动物，并暴露注射部位，右⼿持注射器，以约150⾓进针到⽪下后，针头压平，顺⽪下插⼊约1cm即可注射。5．肌内注射⼩⿏的肌内注射多在⼤腿外侧肌⾁进⾏，⽽且注射液量很有限，⼩⿏⼀般最⼤注射量0.2-0.3ml，注射前需备⽪，左⼿固定动物，以150⾓刺⼊肌⾁，回抽⽆⾎即可推出药液。6．腹腔注射这是最常⽤的给药⽅法。把动物固定在左⼿掌内，右⼿持注射器，以150⾓由腹部外⽣殖器上0.5～1cm处进针，到⽪下后压平针头，在⽪下向前移动针头0.2～0.3cm后，再以450～600⾓刺⼊腹腔，若有明显的落空感即说明已进⼊腹腔，这时回抽⽆⾎⽅可注射。7．尾静脉注射将⿏装⼊⿏盒中，先⽤湿纱布擦净尾巴，再⽤75％酒精棉球消毒。待酒精⼲后，左⼿拇指和⾷指捏住尾巴远⼼端，以适当⾓度(150～300)对准尾巴远端的⾎管进针，当针头斜⾯基本进⼊⾎管后使其平伸，然后轻轻推动注射器栓，如阻⼒⼤，不可硬性推药，如果推动阻⼒很⼩，并能看到药液顺⾎管移动，则可注完全部药液。注意：(1)尾静脉注射往往⼀次不能成功。但只要不使尾静脉肿胀⽽造成⾎管模糊不清，均可由尾静脉近⼼端依次重复注射，直到成功为⽌。(2)注⼊药物后退针要快，并⽤⼲棉球加压⽌⾎1～2min。8．摘眼球采⾎法有些需要⾎样较多的实验可利⽤该法采⾎。我们知道眼球底部连于眶动脉和眶静脉，那么只要将眼球摘除，⾎液就会从⾎管内流出。其具体⽅法是，操作者左⼿抓住并固定⿏头在实验台上，稍使压⼒使其眼球外突，右⼿持弯⽆钩⼩镊顺势去眼球，左⼿拇指和⾷指捏住并固定其头部，右⼿迅速提起⿏尾和后肢，使⿏倒置。在收⾎⼩试管上，待其⾎流停⽌，即将⿏放回原处，有时动物还能存活。本法采⾎较多，⼀般⼀次可得1ml左右，但缺点是动物采⾎后多数死亡。9．眼后眶静脉丛导管法采⾎采⽤⼀根细塑料管(⼀头在⽕上拉细并剪成似针头的斜⾯尖端)左⼿把⿏头侧位固定在实验台上，右⼿持塑料管尖端刺⼊眼球和眼眶后界之间的后眼眶静脉丛，将细管移⼊收⾎⽫内摆正，⾎便顺管放出。这⼀技术放⾎量不⼤，⽽且导管上往往还要沾去⼀部分⾎，但其优点是动物很少死亡，⾎液不易污染，还可重复采⾎。⽤这种⽅法不能采集到⽆菌的⾎样，⾎液中可能混有眼窝内的组织液和腺体分泌物，污染⾎样。对同⼀只眼多次采⾎，可能引起⼀些并发症，如眼出⾎、炎症和失明等。另外，这种技术可能会对⼀些⼈视觉上产⽣不愉快的感觉。鉴于以上这些原因，有些国家禁⽌使⽤这种⽅法。10．颈动脉或颈静脉采⾎法将动物⼄醚吸⼊⿇醉，背卧固定剪去颈部被⽑，并⽤合适的抗⽣素擦净。做颈动脉、颈静脉分离术，使其暴露清楚后，⽤注射针沿颈动脉或静脉平⾏⽅向刺⼊，抽取所需要⾎量，也可插⼊⼀塑料导管直接放⾎。采⽤这种⽅法，体重20g⼩⿏可采⾎1ml左右，体重300g⼤⿏可采⾎8～10ml。11．股动脉或静脉采⾎法⿇醉动物，背卧固定，切开左或右腹股沟的⽪肤，做股动脉或静脉暴露分离⼿术，然后⽤注射器(或插管)采⾎。连续多次股动脉采⾎时，则采⾎部位要选择尽量靠远⼼端。本法采⾎量⼤致同颈动脉或静脉采⾎量。12．尾尖采⾎多⽤⼄醚吸⼊⿇醉后，剪去⼩⿏尾尖1～